Всеволодська С. О.

ОСОБЛИВОСТІ ФОРМУВАННЯ СФЕРОЇДІВ У КРАПЛІ НЕЙРАЛЬНИМИ КЛІТИНАМИ НОВОНАРОДЖЕНИХ ЩУРІВ

---

Показати/Завантажити PDF

Про автора:

Всеволодська С. О.

Рубрика:

БІОЛОГІЯ

Тип статті:

Наукова стаття

Анотація:

У статті розглядається розробка та оптимізація методу формування нейральних клітин у вигляді сфероїдів із застосуванням методу висячої краплі. Нейральні клітини, отримані з тканини головного мозку новонароджених щурів, культивувалися у тривимірних структурах – сфероїдах, що мають здатність відтворювати складне фізіологічне мікрооточення мозку in vitro. Застосування методу «висячої краплі» дозволило контролювати умови агрегації клітин, забезпечуючи формування стабільних сфероїдів оптимального розміру, що є важливим для підтримки життєздатності клітин та ефективної дифузії кисню і поживних речовин. Дослідження показали, що тільки прекультивовані нейральні клітини, які пройшли етап відновлення після ферментативно-механічного виділення, здатні утворювати сфероїди. Свіже отримані клітини не формували стабільних тривимірних структур через пошкодження клітинної мембрани та втрату молекул адгезії. Виявлено, що оптимальним об’ємом краплі є 20 мкл, що забезпечує стабільність форми краплі під час культивування. Розмір сфероїдів напряму залежить від початкової концентрації нейральних клітин у краплі і досягає оптимальних показників при 2-8×10³ клітин/краплю. Тривалість культивування для досягнення тривимірної структури становить 4-5 діб. Сфероїди, отримані методом «висячої краплі», складаються з життєздатних клітин, які здатні до міграції, диференціації та формування нейрональних мереж, що підтверджує їх функціональну придатність для моделювання нервової тканини. Розроблена модель має велике значення для подальших досліджень нейродегенеративних захворювань, токсикологічного аналізу та скринінгу фармакологічних препаратів. Таким чином, метод «висячої краплі» для формування сфероїдів із нейральних клітин є ефективним інструментом для створення 3D-моделей нервової тканини з високою біологічною релевантністю.

Теги:

Список цитованої літератури:

1. Fetah K, Tebon P, Goudie MJ, Eichenbaum J, Ren L, Barros N, et al. The emergence of 3D bioprinting in organ-on-chip systems. Prog Biomed Eng. 2019;1(1):0120011. DOI: 10.1088/2516-1091/ab23df.
2. Wang Y, Li W, Gu Y, Zhu Y, Qi J. Engineering stem cell-derived 3D brain organoids in a perfusable organ-on-a-chip system. RSC Adv. 2018;3:1677-1685. DOI: 10.1039/C7RA11714K.
3.  Hasan MF, Ghiasvand S, Wang H, Miwa JM, Berdichevsky Y. Neural layer self-assembly in geometrically confined rat and human 3D cultures. Biofabrication. 2019;11(4):045011. DOI: 10.1088/1758-5090/ab2d3f.
4. Zbigniev B, Česnaitis V, Šušnjev N, Stankevičius G, Dambrauskaitė K, Inčiūra H, et al. Cerebellar cells self-assemble into functional organ- oids on synthetic, chemically crosslinked ECM mimicking peptide hydrogels. Biomolecules. 2020;10(5):754. DOI: 10.3390/biom10050754.
5. Vinci M, Gowan S, Boxall F, Patterson L, Zimmermann M, Court W, et al. Advances in establishment and analysis of three-dimensional tumor spheroid-based functional assays for target validation and drug evaluation. BMC Biol. 2012;10:29. DOI: 10.1186/1741-7007-10-29.
6. Pampaloni F, Reynaud EG, Stelzer EHK. The third dimension bridges the gap between cell culture and live tissue. Nat Rev Mol Cell Biol. 2007;8(10):839-45. DOI: 10.1038/nrm2236.
7. Kim Y, Kang K, Yoon S, Kim JS, Park SA, Kim WD, et al. Prolongation of liver-specific function for primary hepatocytes maintenance in 3D printed architectures. Organogenesis. 2018;14(1):1-12. DOI: 10.1080/15476278. 2018.1423931.
8. Petrenko AY, Sukach AN. Isolation of intact mitochondria and hepatocytes using vibration. Anal Biochem. 1991;194(2):326-9. DOI: 10.1016/0003-2697(91)90236-m.
9.  Sukach AN, Liashenko TD, Shevchenko MV. Properties of isolated neural cells from newborn rat in tissue in vitro. Biotechnol Acta. 2013;6(3):63-8. Available from: http://nbuv.gov.ua/UJRN/biot_2013_6_3_8.
10.  Sukach AN, Shevchenko MV, Liashenko TD. Comparative study on influence of fetal bovine serum and serum of adult rat on cultivation of newborn rat neural cells. Biopolym Cell. 2014;30(5):394-9. DOI: 10.7124/bc.0008B7.
11. Harley-Troxell ME, Dhar M. Assembling spheroids of rat primary neurons using a stress-free 3D culture system. Int J Mol Sci. 2023;24(17):13506. DOI: 10.3390/ijms241713506.
12. Zhou QZ, Feng XL, Jia XF, Mohd Nor NHB, Harun MH, Feng DX. Culture and identification of neonatal rat brain-derived neural stem cells. World J Stem Cells. 2023;15(6):607-616. DOI: 10.4252/wjsc.v15.i6.607.
13. Gonmanee T, Arayapisit T, Vongsavan K, Phruksaniyom C, Sritanaudomchai H. Optimal culture conditions for neurosphere formation and neuronal differentiation from human dental pulp stem cells. J Appl Oral Sci. 2021;29:e20210296. DOI: 10.1590/1678-7757-2021-0296.
14. Vilinski-Mazur K, Kirillov B, Rogozin O, Kolomenskiy D. Numerical modeling of oxygen diffusion in tissue spheroids undergoing fusion using functional representation and finite volumes. Sci Rep. 2025;15:5054. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-025-86805-2.

Публікація статті:

«Вісник проблем біології і медицини», 2025 Випуск 3, 178, 97-106 сторінки, код УДК 611.018.82.082.2:567.7

DOI:

10.29254/2077-4214-2025-3-178- 97-106